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小鼠的基本实验方法
2016-09-02 | 作者: 师长宏 冯秀亮 张海 | 来源: 《基础动物实验技术与方法》 | 点击率: 【小  大】【打印】【关闭】

  一、实验目的 

  1.学会实验小鼠的抓取、固定和性别、年龄鉴定。

  2.掌握小鼠的灌胃,皮下、肌肉、腹腔和尾静脉注射方法。

  3.掌握小鼠的常规采血方法和处死法。

  二、实验器材和动物 

  弯剪一把,眼科弯无钩摄一把,单面刀片一片,1ml注射器两个,5号针头两个,灌胃针头一个,大号平镊一把,棉签4~6根,腊块一个。试管架一个,试管四支,细塑料导管一根,小培养皿一个,干棉球若干,大头针若干。75%酒精棉球,8%碘酒棉球。小鼠两只(雌雄各一只)。

  三、实验方法 

  1.性别鉴定

  小鼠的性别主要靠观察动物肛门与生殖器之间的距离来区分,距离较远的为雄性,距离较近的为雌性(图1)。

  

 

  图1  小鼠性别鉴定:左侧为雄鼠,右侧为雌鼠

  2.年龄鉴定

  小鼠主要由专门实验动物饲养场供应,在那里每一种动物都有生长的背景记录。一般在领动物时可直接向饲养员询问,也可根据体重年龄相关曲线(图2)间接查得。

  

 

  

  图2  大、小鼠年龄与体重间的关系

  3.灌胃

  操作者左手抓取并固定住小鼠。使其头颈拉直,右手持接有灌胃针头的注射器,针头沿鼠右侧嘴角,顺着舌下插入口咽,针头稍上撬便于通过食道进入胃里,这时方可给药。药量为0.3ml,进针过程中,若动物有呕吐动作或强烈挣扎,则表明针头插入气管,这时,应及时退针,不可推药,待动物恢复安静后,再重复操作。

  4.皮下注射

  根据实验的需要,可以选择任一部位做皮下注射,但一般都取背部、后肢和腹部等部位。注射时,操作者左手抓取和固定动物,并暴露注射部位,右手持注射器,以约150角进针到皮下后,针头压平,顺皮下插入约1cm即可注射。

  5.肌内注射

  小鼠的肌内注射多在大腿外侧肌肉进行,而且注射液量很有限,小鼠一般最大注射量0.2-0.3ml,注射前需备皮,左手固定动物,以150角刺入肌肉,回抽无血即可推出药液。

  6.腹腔注射

  这是最常用的给药方法。把动物固定在左手掌内,右手持注射器,以150角由腹部外生殖器上0.5~1cm处进针,到皮下后压平针头,在皮下向前移动针头0.2~0.3cm后,再以450~600角刺入腹腔,若有明显的落空感即说明已进入腹腔,这时回抽无血方可注射。

  7.尾静脉注射

  将鼠装入鼠盒中,先用湿纱布擦净尾巴,再用75%酒精棉球消毒。待酒精干后,左手拇指和食指捏住尾巴远心端,以适当角度(150~300)对准尾巴远端的血管进针,当针头斜面基本进入血管后使其平伸,然后轻轻推动注射器栓,如阻力大,不可硬性推药,如果推动阻力很小,并能看到药液顺血管移动,则可注完全部药液。

  注意: 

  (1)尾静脉注射往往一次不能成功。但只要不使尾静脉肿胀而造成血管模糊不清,均可由尾静脉近心端依次重复注射,直到成功为止。

  (2)注入药物后退针要快,并用干棉球加压止血1~2min。

  

  8.摘眼球采血法

  有些需要血样较多的实验可利用该法采血。我们知道眼球底部连于眶动脉和眶静脉,那么只要将眼球摘除,血液就会从血管内流出。

  其具体方法是,操作者左手抓住并固定鼠头在实验台上,稍使压力使其眼球外突,右手持弯无钩小镊顺势去眼球,左手拇指和食指捏住并固定其头部,右手迅速提起鼠尾和后肢,使鼠倒置。在收血小试管上,待其血流停止,即将鼠放回原处,有时动物还能存活。本法采血较多,一般一次可得1ml左右,但缺点是动物采血后多数死亡。

  9.眼后眶静脉丛导管法采血

  采用一根细塑料管(一头在火上拉细并剪成似针头的斜面尖端)左手把鼠头侧位固定在实验台上,右手持塑料管尖端刺入眼球和眼眶后界之间的后眼眶静脉丛,将细管移入收血皿内摆正,血便顺管放出。这一技术放血量不大,而且导管上往往还要沾去一部分血,但其优点是动物很少死亡,血液不易污染,还可重复采血。

  用这种方法不能采集到无菌的血样,血液中可能混有眼窝内的组织液和腺体分泌物,污染血样。对同一只眼多次采血,可能引起一些并发症,如眼出血、炎症和失明等。另外,这种技术可能会对一些人视觉上产生不愉快的感觉。鉴于以上这些原因,有些国家禁止使用这种方法。

  10.颈动脉或颈静脉采血法

  将动物乙醚吸入麻醉,背卧固定剪去颈部被毛,并用合适的抗生素擦净。做颈动脉、颈静脉分离术,使其暴露清楚后,用注射针沿颈动脉或静脉平行方向刺入,抽取所需要血量,也可插入一塑料导管直接放血。采用这种方法,体重20g小鼠可采血1ml左右,体重300g大鼠可采血8~10ml。

  11.股动脉或静脉采血法

  麻醉动物,背卧固定,切开左或右腹股沟的皮肤,做股动脉或静脉暴露分离手术,然后用注射器(或插管)采血。连续多次股动脉采血时,则采血部位要选择尽量靠远心端。本法采血量大致同颈动脉或静脉采血量。

  12.尾尖采血

  多用乙醚吸入麻醉后,剪去小鼠尾尖1~2mm(大鼠3~5mm),然后自尾部向尾尖按摩,血从尾尖血管流出。为了采得较多的血,常将鼠尾泡于50℃水中,擦干后剪去尾尖。采血后用橡胶布扎尾尖进行压迫止血,亦可用电烧灼止血。

  若需反复多次尾尖采血,则在每次采血时只剪去尾尖很少一段,采血后,先用棉球压迫止血并立即用6%液体火棉胶涂于尾部伤口,使伤口外结一层火棉胶薄膜,保护伤口。当然也可以采用交替切割尾静脉方法取血,该法是用一锋利的刀片在尾上切破一段静脉,使血由切口流出。每次可采血0.3~0.5ml。三根尾静脉可以从尾尖部开始交替切割,切割后用棉签压迫止血,约经3d伤口结痂长好。

  13.心脏采血

  动物背卧固定,剪去心前区被毛,常规消毒皮肤,在左侧第3~4肋间,用左手食指触摸到心脏搏动,右手取注射器(4~5号针头),选择心跳最强处进针,当针刺入心脏时,血液由于心脏跳动的力量而自动进入注射器(图2-3)。

  14.腹主动脉采血

  将动物乙醚吸入麻醉后背卧固定于腊板上,立即剖开腹腔,找到腹动脉(图3)(位于后腔静脉左侧沿着脊柱的正中线后行,其腹面有左肾静脉通过),用注射器采血即可。采血量一般小鼠可达1ml左右,大鼠10ml左右。

   

  小鼠心脏采血

   

  

  大鼠腹主动脉示意图

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